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科普日常 | 更适合间充质干细胞的体外扩增环境——低氧

发布时间:2023-08-14    浏览量:0

间充质干细胞(MSCs)由于具有自我再生、分化和免疫调节的能力,已被证明是有前途的组织再生和功能修复的细胞来源。除此之外,MSCs还可以通过释放营养因子和细胞外囊泡发挥旁分泌的作用。为满足临床应用的需求,通常需要在体外大规模生产MSCs。然而,MSCs的体外扩增通常受到限制,如细胞凋亡、衰老和多能性丧失等

MSC的增殖、分化、迁移等生物学特性均是在体内一系列环境因素作用下完成的,影响MSC增殖、分化、凋亡的因素很多,主要有氧气体积分数、温度、生长因子、pH值等。其中氧气体积分数为非常关键的作用因素,常规细胞体外培养的氧气体积分数约为21%,CO2体积分数约为5%,而人体正常组织和组织间隙中的氧气体积分数为3%-9%。现有研究也表明,低氧对MSC的增殖、迁移、分化以及旁分泌的功能性应用均具有一定的影响

低氧培养条件对MSC增殖的影响

Shun-Pei Hung等人为了探究低氧对骨髓间充质干细胞的作用,将细胞在常氧(21% O2)和低氧(1% O2)状态下培养不同时间(1、3、5、7天)。研究结果表明,与常氧组相比,在低氧状态下培养的细胞细胞增殖能力显著提高。

Figure1. 常氧和低氧培养条件下MSC增殖情况对比[1]

同样,唐建宏等也探究了不同体积分数氧气预处理人羊膜间充质干细胞后对其生物学特性影响。将第3代人羊膜间充质干细胞通过不同体积分数氧气进行预处理48 h,随机分为1%,3%,5%,10% 低氧预处理组和常氧对照组(体积分数21%氧气),并检测细胞增殖能力。发现,低氧预处理能提高人羊膜间充质干细胞的增殖能力,且体积分数1%氧气预处理效果优于体积分数3%,5%,10%,21%氧气预处理。

Figure2. 不同体积分数氧气预处理

人羊膜间充质干细胞的增殖情况[2]

说明,低氧环境下更有利于MSCs在体外的增殖

低氧培养条件对MSC分化的影响

Markus W等用2%氧气体积分数低氧培养骨髓间充质干细胞 2 周后对细胞进行诱导分化,发现低氧条件下细胞表达成骨分化关键基因 RUNX2 显著高于常氧组,但是表达的成脂分化关键基因 PPARg 则显著低于常氧组,认为低氧促进间充质干细胞成骨分化而抑制成脂分化[3]

 Figure3. 常氧组和低氧组成脂分化和

成骨分化后油红和von-Kossa染色[3] 

然而,Hye J K等在研究低氧对脂肪间充质干细胞成脂分化的影响中发现,当氧体积分数为 2% 时可以促进细胞成脂分化,但是当氧体积分数调整至 5% 时,对脂肪间充质干细胞成脂分化能力无显著性影响[4]

Figure4. 氧体积分数2%和5%条件下脂肪形成的测定[4]

因此,可以说明不同氧体积分数对不同来源间充质干细胞生物学特性的影响可能是不同的。

低氧培养条件对MSC外泌体的影响

低氧培养条件下可增强MSC营养因子的表达和分泌,包括生长因子,如血管内皮生长因子(VEGF)、碱性成纤维细胞生长因子(bFGF)、肝细胞生长因子(HGF)、转化生长因子β1(TGF-β1))、胰岛素样生长因子1(IGF-1)、成纤维细胞生长因子10(FGF10) 和表皮生长因子(EGF);细胞因子,如IL-6、IL-8、趋化因子配体20(CCL-20)和单核细胞趋化蛋白-1(MCP-1);以及基质调节剂如血管生成素、金属蛋白酶-1(TIMP-1))和金属蛋白酶(MMP)的组织抑制剂。

Figure5. 常氧和低氧培养条件下

MSCs外泌体成分差异对比[5]

因此可以通过低氧处理MSCs来影响其外泌体中生长因子和细胞因子的含量,进而治疗相关疾病。例如,低氧处理的人脂肪MSCs分泌的外泌体可以通过VEGF/VEGF-R促进血管生成[5];低氧处理的骨髓MSCs的外泌体可以通过miR-210减轻心脏梗塞[6]等。


综上所述,低氧可以为MSCs提供一个有利的培养条件,通过不同生长因子的产生和相关基因的表达来促进MSCs的增殖、调控MSCs的分化以及影响其外分泌的功能性应用。






【参考文献】

[1]Shun-Pei H,H J H,V Y S, et al. Hypoxia promotes proliferation and osteogenic differentiation potentials of human mesenchymal stem cells.[J]. Journal of orthopaedic research : official publication of the Orthopaedic Research Society,2012,30(2).

[2] 唐建宏,张霓霓,黄桂林等.不同体积分数氧气预处理人羊膜间充质干细胞的生物学特性[J].中国组织工程研究,2023,27(15):2318-2324.

[3] Markus W,Timo G,L F L, et al. Hypoxia promotes osteogenesis but suppresses adipogenesis of human mesenchymal stromal cells in a hypoxia-inducible factor-1 dependent manner.[J]. PloS one,2012,7(9).

[4] Hye J K,Seok-Ho K,Yong S S, et al. Hypoxia induces adipocyte differentiation of adipose-derived stem cells by triggering reactive oxygen species generation.[J]. Cell biology international,2014,38(1).

[5] Han Y,Ren J,Bai Y, et al. Exosomes from hypoxia-treated human adipose-derived mesenchymal stem cells enhance angiogenesis through VEGF/VEGF-R[J]. International Journal of Biochemistry and Cell Biology,2019,109.

[6] Hao C,Shufu C,Rende X, et al. Hypoxia-challenged MSC-derived exosomes deliver miR-210 to attenuate post-infarction cardiac apoptosis.[J]. Stem cell research & therapy,2020,11(1).







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